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parution originale le 19 avril 2006 Rhinoclemmys pulcherrima (GRAY, 1855) – La Tortue forestière ornée. Par Lisa Weiss du WORLD CHELONIAN TRUST – http://www.chelonia.org Traduction Vincent NOËL. Photos: Galerie du WCT. http://www.chelonia.org/rhinoclemmys_gallery.htm Rhinoclemmys pulcherrima incisa – Tortue forestière du Honduras. Rhinoclemmys pulcherrima manni – Tortue forestière peinte. Rhinoclemmys pulcherrima rogerbarbouri – Tortue forestière du Mexique occidental. Rhinoclemmys pulcherrima pulcherrima – Tortue forestière de Guerrero. Introduction : Considérée comme étant une des tortues les plus magnifiquement ornée, Rhinoclemmys pulcherrima est devenue très fréquente dans le commerce des reptiles depuis quelques années. Parfois nommée « tortues forestières d’Amérique centrale », les membres de cette espèce sont facile se procurer et à moindre coût par les commerçants, les éleveurs et les grandes chaînes de commerce animalier (comme Petco et Petsmart) où elles sont souvent mal identifiées et hébergées dans de mauvaises conditions. Parmi les 4 sous-espèces reconnues, R. p. manni et R. p. incisa sont les plus rencontrées. R. p. rogerbarbouri et R. p. pulcherrima sont rarement maintenues dans les élevages privés ou publiques. Description : Rhinoclemmys pulcherrima est native de la côte Est du Mexique et d’Amérique centrale, depuis la région de Sonora jusqu’au Costa-Rica. Vivant principalement dans la partie sud de cette zone de répartition, R. p. manni est la plus colorée des sous-espèces. Dans certaines régions de sa répartition, ces tortues exhibent des ocelles rouges et jaunes sur une carapace sombre ainsi que de vives rayures colorées et alternées sur la face inférieure du bord de la carapace. Enfin, sur la tête une intrication de rayures rouges parcourent sa tête verdâtre. R. p. incisa est nettement moins impressionnante, avec une carapace dont la coloration varie du vert olive au brun. Les ocelles sont radicalement plus réduites voire absentes. Ces deux sous-espèces ont une taille moyenne, le corps est un intermédiaire entre une tortue aquatique comme les Pseudemys* et une tortue boite (Terrapene sp. - Ndt). De profil, la carapace de R. p. incisa tend à être plus plate que celle de R. p. manni qui est plus bombée. Les mâles sont typiquement plus petits que les femelles, avec une queue plus longue et plus fine ainsi que le cloaque situé après le bord extérieur de la carapace. Maintenance : Les deux sous-espèces sont principalement terrestres, préférant les forêts près de l’eau. Les conditions de maintenance pour ces tortues doivent être modérément chaudes et humides. Des fréquentes pulvérisations sont conseillées pour éviter l’assèchement de l’air. Une température ambiante diurne de 24 à 28°C permet une bonne activité et un appétit optimal. Une plaque chauffante peut-être utilisée pour maintenir le sol à une température confortable, mais ils devront être répartis sur une partie seulement de la surface du sol pour que les tortues puisse trouver des endroits non chauffés. R. p. incisa comme R. p. manni aiment de temps en temps se réchauffer sous une lampe. On peut pour cela placer à une extrémité du terrarium une ampoule de 40 à 60 W à 30-45 cm du sol. La température à cet endroit peut atteindre 35°C, il faut bien prendre garde à ce que les tortues aient accès à l’autre extrémité à une zone plus froide où elles peuvent se retirer. Si les tortues sont maintenues en intérieur sur de longues périodes, un tube fluorescent pour Reptiles à spectre complet doit être placé. Les Rhinoclemmys n’hibernent pas, les conditions décrites ici doivent être maintenues toute l’année. Les quartiers d’hivers à l’intérieur peuvent être aménagés dans de grandes caisses en plastique, partiellement couvertes pour maintenir l’humidité et une certaine sécurité. Une épaisseur de 7 à 10 cm de sol, composé pour moitié de terreau et pour moitié d’écorces pour reptiles peut très bien servir de substrat. Des zones recouvertes de mousse de Sphaigne détrempée et de feuilles mortes seront très appréciées des tortues. Bien que les Rhinoclemmys utilisent les cachettes comme les boites ou les tuiles, elles préfèrent s’enterrer partiellement dans le substrat pour se cacher. Parfois elle jettent le sol humide ou les feuilles mortes derrière elle et ne laisse apparaître que le cou et la tête. L’eau doit être disponible tout le temps. Ces tortues se baigneront et se désaltéreront tous les jours et un grand récipient en plastique ou une coupelle à pots de fleurs doit être mise à disposition. Si un petit terrarium temporaire empêche l’accès permanent à l’eau, les tortues s’habitueront vite à boire dans un petit récipient lourd placé dans un coin du terrarium. En voyant que l’eau a été réduite à ce petit bol, ça stimulera les tortues pour explorer leur environnement et elles prendront vite l’habitude d’ajuster leurs besoins aqueux sur ce petit « trou d’eau ». Un autre avantage de mettre à disposition un petit récipient d’eau est qu’elle sera plus propre que dans un grand bac. Dans un enclos extérieur, un large récipient ou un petit bassin de jardin sera très utilisé par les deux sous-espèces. N’oubliez pas de changer l’eau souvent car les tortues y défèquent souvent quand elles se baignent. Si possible, un logement à l’extérieur doit être aménagé. En Californie, l’auteur maintient ses Rhinoclemmys dans des enclos extérieurs depuis la fin du printemps jusqu’en Septembre ou Octobre. Des grands arbres offrent une ombre à travers le feuillage la plupart de la journée, avec des périodes d’ensoleillement complet le matin et en fin d’après-midi. Les enclos sont plantés de buissons, de Lys d’un jour, et de plantes couvrant le sol. Une épaisseur d’écorces couvre le sol ainsi qu’un tas de feuilles mortes pour que les tortues puissent creuser et se cacher. La douche de 45 minutes (avec un pulvérisateur de jardin) est le moment de la journée préféré des tortues ! Durant cette pluie d’après-midi, elles sortent pour manger et se baigner, s’accoupler ou simplement se balader. Elles dénichent également avec habileté les vers de terre qui sortent, attirés par l’humidité. Alimentation : On peut donner à Rhinoclemmys pulcherrima une alimentation proche de celle préconisée pour les Tortues boite américaines (Terrapene sp.). Ces tortues mangent de bon cœur et facilement, néanmoins elles peuvent ignorer certains repas ou rejeter de nouveaux aliments. Une large variété de légumes, plantes et fruits doivent constituer au moins 80% de leur alimentation. Parmi les nourritures préférées on note la Romaine et la mâche, le pissenlit, courges, carottes râpées, tomate, fruits rouges, melon, banane, mangue, poires, pommes et raisin. Les tortues accepteront sans problèmes les nourritures vivantes, ainsi que les morceaux de poulet cuit ou les filets de poisson et occasionnellement de la nourriture spéciale pour Reptiles comme Reptomin ou Mazuri. La nourriture doit être saupoudrée une fois par semaine avec un supplément de vitamines pour Reptiles ainsi qu’avec du Repti-Cal ou autre apport calcique une à deux fois par semaine (plus souvent pour les jeunes ou les reproducteurs). La nourriture préférée est unanimement les lombrics qui sont dévorés goulûment ! R. p. incisa en particulier, peut passer des heures à fouiller le sol en quête de vers de terre. A en juger par l’habileté et la réussite des tortues dans cette chasse, il apparaît que les lombrics représentent une part importante de l’alimentation naturelle de ces Cheloniens. Acclimatation : Un vétérinaire expérimenté dans les Reptiles doit examiner tout animal nouvellement acquis. Les tortues doivent être examinées pour d’éventuels problèmes parasitaires, syndrome de la « carapace rouge » ou des symptômes d’infections respiratoires. Une fois acclimatée, R. pulcherrima n’est pas difficile à maintenir en bonne santé, tant que dureront des conditions optimales et une nourriture appropriée. Ce sont des tortues fascinantes qui en valent la peine, s’adaptant généralement bien aux nouveaux environnements. Les deux sous-espèces peuvent devenir assez vite confiantes, et R. p. incisa est particulièrement active, peu craintive et curieuse. Il est à noter que la recherche sur l’élevage des tortues est en cours. Dès que de nouvelles informations sont disponibles nous les mettons en ligne sur www.chelonia.org . Les éleveurs sérieux estiment que c’est un bénéfice d’avoir l’apport d’autres personnes élevant ces espèces. L’élevage est discuté via notre carnet d’adresse e-mail libre, pouvant être jointe sur le site. Contactez-nous pour en savoir plus sur les bénéfices de devenir membre du World chelonian Trust. * - NdT : « Sliders » dans le texte qui en française ne réfère à rien : « tortue glissante » d’où l’utilisation du nom scientifique qui est plus évocateur. Nota bene : The name « sliders » has no equivalent in french. In addition, in France we use widely scientific names. Egalement disponible sur www.chelonia.org Remerciements à Darrell Senneke. Droits de traduction accordés au repto terra cub seulement - reproduction interdite.

Pelomedusa subrufa Date de première parution: 14 juin 2006. Par Jay K. http://www.tortues-world.com/ (photo Kinosternum - http://tortueforum.com ) Cette espèce comprend 3 sous-espèces distinctes, toutes localisées en Afrique : Pelomedusa subrufa subrufa (Lacepede, 1788), Pelomedusa subrufa olivacea (Schweigger, 1812) Pelomedusa subrufa nigra (Gray, 1863) Répartition géographique: La Pelomedusa subrufa est répandue dans toute l'Afrique centre méridionale jusqu’à Madagascar, Yemen et Arabie saudite. La Pelomedusa subrufa olivacea occupe la bande septentrionale : de l'Éthiopie et de Soudan jusqu'à la Côte d'Ivoire, en passant par le Cameroun et le Nigeria quelques spécimens ont même été repérés au Yémen. La dernière sous-espèce Pelomedusa subrufa nigra est rencontrée dans la partie méridionale, en particulier en Sud Afrique. Les Pelomedusa subrufa occupent les cours d’eau à faible précipitation durant l’hiver. Dans son biotope pendant les jours d'été à forte chaleur, la température ambiante atteint en moyenne les 30 degrés. Elles occupent principalement des petits bassins et marres stagnantes occasionnellement remplis mais qui ne tardent pas à s'assécher, contenu des fortes températures. Description: Cette espèce est relativement petite et atteint rarement les 20 cm de carapace. Leurs plastrons n'ont pas de charnières mobiles (contrairement à la Pelusios castaneus ,à ne pas confondre) , peut être complètement uniformes, sans reflets, allant de la couleur ocre. Cependant quelques spécimens présentent des colorations très sombres et uniformes. La dossière est de forme ovale avec des couleurs, marron au vert olive, dépendant généralement de la sous-espèce. Le dimorphisme sexuel est exclusivement visible en observant la queue qui est longue et large à sa base, avec un cloaque proche de l'extrémité de la queue chez les mâles. Celle des femelle est courte et fine avec un cloaque proche de sa base. Maintenance en captivité : ATTENTION : Il n'est pas possible de l'élever en plein air étant donné des températures de ses zones d'origines. L' aquaterrarium doit avoir des dimensions minimum de 100 cm x 50 cm. Le niveau de l'eau doit permettre à la tortue de pouvoir respirer en tenant ses pattes postérieures sur le fond de l’ aquaterrarium. Il est important de souligner qu’elles ne sont pas de bonnes nageuses et qu’elles préfèrent d'avantage se déplacer dans le fond de l’aquaterrarium . La température de l’eau doit être assez élevées et comprises entre les 25 et 31 degrés centigrades : l'idéal est 26-28 degrés. En dessous de 26 degrés elle manifestera un fort ralentissement du métabolisme, une anoréxie et une apathie qui pour cette espèce peut s’avérer fatal. Dans leur biotope, la température reste constante toute l'année ce qui explique que cette tortue n'hiberne pas. Des températures trop élevées (nécessaires seulement en cas d'infections ou maladies) augmentent considérablement le métabolisme et causent l’estivation, très fréquente chez cette espèce. De nuit on peut faire baisser la température de 4 ou 5 degrés centigrades. Il est nécessaire de munir l'aquaterrarium d'une aire émergée constituée de cailloux non coupants, de bûches ou même de racines. Cette zone sèche devra être vaste d'au moins 1/3 de la cuve et exposée contrairement à ce qu avancent certains éleveurs à un éclairage UVB 7% 10 heures à 12 heures par jour (surtout pour les juvéniles). Une lampe chauffante sera également aménagée au dessus de cette plage afin d’obtenir 30 degrés centigrades, nécessaires à leur thermorégulation, surtout si la température de l'eau n'est pas très élevée. Dans la nature les Pelomedusa subrufa, vivent dans des eaux dont le pH particulièrement élevé (alcalin) est compris entre 8.0 et 8.5. Il peut donc être utile de contrôler le pH et les adapter à cette valeur, en ajoutant par exemple du sable corallien ou autre… Les interventions sur le pH sont destinées aux éleveurs plus experts voulant reproduirent au mieux leur biotope. Alimentation : La Pelomedusa subrufa est une espèce exclusivement carnivore. Ses apports nutritifs sont principalement issus d'aliments protéiniques; pour ces mêmes raisons il est nécessaire de lui fournir une alimentation très variée et équilibrée. Dans son biotope elle se nourrit volontiers de tout ce qui peut lui passer sous les yeux mais surtout d'insectes, mollusques, crustacés, vers, petits mammifères, poissons et autres... Les jeunes spécimens nécessitent une alimentation quotidienne avec un jour de jeûne par semaine, les adultes peuvent être alimentés tous les 3 jours vu leurs temps de digestion beaucoup plus lent, que les juvéniles et sub-adultes. Son alimentation en captivité peut être composée d'insectes : grillons, vers de terre, vers de vase, vers de farine, et autres larves. Poissons d'eau douce (truite, brochets etc..) oisillons, souriceaux morts ou vivants, en morceau ou entiers (selon la taille de la tortue). À cela il est conseillé de compléter avec d’autres aliments : petits invertébrés (escargots avec coquille très riche en calcium), mollusques, crevettes d'eau douce. On conseille également de fournir des chairs blanches et rouges. Reproduction : En captivité la maturité sexuelle est plus vite atteinte par les mâles ; selon les conditions d'élevage. Pour la ponte il est nécessaire d’aménager une zone de ponte placée à une hauteur d’environ 20 cm et assez large. Dans ces conditions elle y déposera 15 œufs selon les conditions de l'animal, de son âge, etc... En une seule ponte. La durée de l’incubation peut varier entre 70 à 90 jours. Pour un taux de naissances optimales il est préférable d’enlever les œufs du nid et de les mettre en incubateur, en utilisant de la vermiculite de 5-8mm d épaisseur humidifiée. Il est conseillé de maintenir une humidité autour du 70% et des températures comprises entre les 27 et les 32°. Il est également important de rappeler que les œufs ne doivent pas être renversés pour éviter de tuer l'embryon. Les sujets à peine nés, de dimensions réduites à peine 3cm, sont très délicats et demandent donc plus d'attention et de soins. Remarque : Comme déjà évoqué plus haut, la Pelomedusa subrufa est une tortue qui n’hiberne pas et des températures trop basses peuvent s'avérer fatales pour cette espèce. Pas de restriction quant à la détention de cette espèce, non réglementée par l’arrêté du 10/08/2004. Néanmoins en prévision de durcissement de la législation, demandez TOUJOURS une facture datée.(NdR)

Emydura subglobosa Classification : Ordre des Cheloniens, sous-ordre des pelurodires, famille des chelidés, sous-famille des chelinés. Le genre Emydura comprend 8 espèces. Emydura subglobosa (KREFFT 1876) est encore connue sous le nom d’Emydura albertisii BOULENGER1886, son ancien nom et synonyme. WELLS et WELLINGTON, en 1985 ajoutèrent une sous-espèce : E. subglobosa worrelli qui aujourd’hui est considérée comme une espèce à part (même si d’autres scientifiques n’adhèrent pas à cette classification). Entre les kangourous et les papous : E. subglobosa est la seule représentante du genre Emydura a sortir d’Australie puisqu’on la rencontre en Nouvelle-Guinée: Sud de l'île (Région de Merauke), mais également une petite zone au nord et au sud-ouest d'Irian Jaya. Elle reste dans les plaines et ne s'aventure pas dans l'intérieur montagneux de l'île. Une très petite population vit à l’extrême nord du Cap York, sur la Jardine River (autrefois assimilée à la sous-espèce worelli, mais aujourd’hui tout de même considérée comme appartenant à E. subglobosa). Elle vit au bord des rivières à courant lent, des étangs, des marais et des lacs. Très peureuse il est difficile de l'observer dans la nature. Le biotope est équatorial et tropical humide, recouvert de marécages luxuriants ou de forêt tropicale. La plupart des sujets disponibles dans le commerce proviennent de fermes locales ou d'éleveurs européens. Description : Le fond de l’œil et jaune, la pupille ronde et noire. Une barre noire traverse horizontalement l’œil, ce qui la différencie en partie d’Emydura victoriae. La taille d’E. subglobosa se situe entre 20 et 22 voire 25 cm de carapace. Celle-ci est brune plus ou moins foncée. La carapace est plate avec chez les jeunes un renflement léger au niveau de la colonne vertébrale qui s’estompe en général chez les adultes, les écailles vertébrales devenant parfaitement lisses. Le bord des écailles marginales (petites écailles entourant la dossière) est rougeâtre à orangé. L’arrière de la carapace est légèrement dentelée, la forme générale de la dossière, vue de dessus, est plus large à l’arrière. Le plastron est rose à rouge avec parfois une décoloration jaune ou crème surtout entre les écailles. Le pont (séparant le plastron et la dossière) est blanc à crème, la face intérieure des écailles marginales est blanche bordée de rose ou orange. Le cou est assez court par rapport à ses cousines australiennes du genre Chelodina. Les pattes sont courtes et pourvues de petites griffes. La tête est noire, une bande jaune part des narines traverse l’œil et s’élargit au niveau de la tempe. Le bec est jaune, l’arrière et le dessous de la mâchoire inférieure est marquée de rouge ou orange. Le motif derrière les mâchoires varie selon la sous-espèce. On distingue les deux sous-espèces principalement par la coloration de la tête : E. worrelli possède une bande rougeâtre dans le prolongement arrière de la mâchoire. Cette bande rougeâtre se prolonge jusque sus les oreilles et même plus en arrière et est bordée en haut et en bas d’une ligne noire. Chez E. subglobosa le bas de la mâchoire est également jaune rougeâtre, mais la ligne ne continue pas aussi loin est n’est pas marquées par ses deux lignes noires. Par ailleurs, la gorge d’E. worrelli est plutôt sombre alors qu’elle est claire chez la sous-espèce nominative. Une ligne jeune à rougeâtre démarre au niveau des oreilles, puis par l’œil pour s’arrêter aux narines (Chez Emydura tanybaraga, mis à part une coloration de la tête plus terne et une tête plus grosse, cette ligne s’arrête à l’œil et ne continue pas jusqu’aux narines). Il existe aussi une variété albino, il faut compter 150 à 200€ le spécimen. Alimentation facile : En captivité, on offre aux jeunes des morceaux de crevette tel que des crevettes grises non cuites surgelées, des morceaux de poisson, de moules, des grillons congelés jetés dans l’eau, des vers de farine, des lombrics, de la salade (sauf laitue). Les adultes se nourriront de poisson d’eau douce (avis aux pêcheurs), de moules, de crevettes, de souriceaux congelés, de grillons ou criquets morts, des lombrics (les gros vers canadiens… va y’avoir du sport !), de feuilles (salades sauf laitue, pissenlit, endives) et même de fruits (papaye, agrumes, fruits rouges) posés sur la zone terrestre. De petits poissons comme des Barbus ou des Danio serviront à retirer les fines particules. Le rajout de calcium est hebdomadaire, les UVB feront le reste. Les adultes ont une bonne capacité de jeun, vous pouvez après quelques bons repas les laisser deux semaines sans manger et partir en vacances. Aquaterrarium : On peut loger un couple dans un aquarium de 120x50x50 cm qui possédera une hauteur d’eau maximum de 40 cm. Ce sont d’excellentes nageuses qui ont besoin d’un bon espace de nage suffisamment profond. Une puissante filtration sera nécessaire. Pour 3 spécimens on opte pour un aquaterarium de 150x50x60 minimum. On peut utiliser tout récipient étanche : Un coffrage de bois à l’intérieur duquel on fixe de la bâche à bassin de jardin. De grandes caisses en plastiques sont également utilisable et ont l’avantage d’être faciles à transporter et à nettoyer. Elles sont tout à fait appropriés pour les jeunes ou les animaux en quarantaine. Un petit bassin thermoformé que l’on habille est une solution très esthétique et peu coûteuse (un tel bassin de 200-300 litres coûte 60€ environ). Bref, vous n’êtes pas obligés de vous conformé au classique aquarium Les deux tiers sont consacrés à la partie aquatique, le fond sera constitué de sable fin ou laissé nu. On y disposera différentes étages à l’aide de pierres ou des souches qui permettront aux Tortues de retrouver une rive et différentes profondeurs et d’accéder facilement à la partie terrestre. La partie terrestre, le tiers restant, peut être créer par une simple séparation étanche à l’aide d’une plaque de verre ou d’un récipient rempli de sable et plongé dans l’eau, qui sera plus facile à nettoyer. On peut aussi opter pour une plaque de verre collée horizontalement, juste au-dessus de la surface de l’eau. On placera des renforts pour assurer sa rigidité. Le vide laissé sous cette plaque de verre peut-être soit fermé pour abriter le filtre soit laissé libre d’accès offrant une place de nage supplémentaire aux tortues et s’il est rendu opaque sur les côtés, une cachette. Le verre glissant, on peut siliconer sur cette plaque du grillage en pastique qui offrira des prises aux griffes des tortues ou à l’aide d’un petit renfort collé sur le bord de la plaque, créer la possibilité de mettre quelques centimètres de sable ou d’écorces pour Reptiles. Néanmoins, avec cette méthode, la disposition d’un pondoir sec et profond sera nécessaire lors de la saison de reproduction. Chauffage : Dans l’eau : 26-28°C. Sur terre : 30-35°C (chauffage via un spot) - 20-22°C la nuit. L'éclairage UV B est indispensable, surtout pour les jeunes. Aucune vitre n’entravera le rayonnement UV et il sera allumé 12 heures par jour. Reproduction : La croissance des jeunes est assez rapide, mais la maturité sexuelle n’est atteinte que vers 5 ou 6 ans. On ne peut pas sexer les jeunes de moins de 2 ans et de 12 cm de carapace (Jan MATIASKA). Il semble qu’il n’y ait aucune conditions particulières type période de repos à pratiquer, une fois matures elles se reproduisent. On peut néanmoins baisser la photopériode un mois durant et la ramener à 8 heures ou séparer le mâle durant un mois si jamais vos Emydura hésitent à se reproduire. Pour la reproduction, on maintient un mâle pour 2 ou 3 femelles. La reproduction n’est pas difficile ni la ponte contrairement à certaines espèces de Tortues aquatiques qui sont très difficiles quant au choix du site de ponte. E. subglobosa est reproduite depuis des décennies avec succès. Une femelle peut pondre plusieurs pontes (3 à 4 par an), à condition qu’il y ait eu un accouplement après la ponte précédente. Maintenues ensemble cela ne pose pas de problèmes. Une ponte comprend 7 à 14 œufs avec une moyenne de 10 œufs (Ellen NICOL). Comme toutes les Tortues elle pond sur le sol et creuse un nid avec une préférence pour les pontes matinales, à l’aube, mais chez cette espèce ce nid est peu profond (10-15 cm). Selon les observations de NICOL, E. subglobosa ne met qu’une heure pour creuser son nid et déposer ses œufs. Le pondoir est une zone émergée remplie de 15-20 cm de sable et de tourbe humide. E. subglobosa creuse également de faux nids, peut-être pour leurrer d’éventuels prédateurs. On place les œufs dans un incubateur pourvu d’une couche de vermiculite humide, d’un chauffage et d’un thermostat réglé sur 28-29°C. L’incubation dans ces conditions dure autour de 45 jours. La carapace des jeunes mesure environ 29-30 mm, ils ne pèse que 5 à 7 grammes. Les jeunes peuvent être élevés ensemble, même si il a été signalé que certains jeunes s’amusent à grignoter les pattes et la queue de leurs camarades. Il faut dans ce cas séparer les perturbateurs. Un aquarium avec 5-6 cm d’eau chauffée comme chez les adultes, un petit filtre et une pierre plate sortant de l’eau et chauffée par un spot suffit. Pas besoin de sol, c’est même déconseillé, on laisse donc nue la vitre de fond. Aucune restriction quant au commerce et à l’élevage de cette espèce. Vincent Noël. – reproduction interdite sans autorisation.

Et enfin, de U à Z... Umbrivaga mertensi Roze 1964 Umbrivaga pyburni Markezich & Dixon 1979 Umbrivaga pygmaea Cope 1868 Uromacer catesbyi Schlegel 1837 Uromacer frenatus GÜnther 1865 Uromacer oxyrhynchus DumÉril & Bibron 1854 Uromacerina ricardinii Peracca 1897 Urotheca decipiens GÜnther 1893 Urotheca dumerilli Bibron 1840 Urotheca fulviceps Cope 1886 Urotheca guentheri Dunn 1938 Urotheca lateristriga Berthold 1859 Urotheca multilineata Peters 1863 Urotheca myersi Savage & Lahanas 1989 Urotheca pachyura Cope 1875 Virginia pulchra Richmond 1954 Virginia striatula Linnaeus 1766 Virginia valeriae Baird & Girard 1853 Waglerophis merremi Wagler 1824 Xenelaphis ellipsifer Boulenger 1900 Xenelaphis hexagonotus Cantor 1847 Xenochrophis asperrimus Boulenger 1891 Xenochrophis bellula Stoliczka 1871 Xenochrophis cerasogaster Cantor 1839 Xenochrophis flavipunctatus Hallowell 1860 Xenochrophis maculatus Edeling 1864 Xenochrophis melanozostus Gravenhorst 1807 Xenochrophis piscator Schneider 1799 Xenochrophis punctulatus GÜnther 1858 Xenochrophis sanctijohannis Boulenger 1890 Xenochrophis trianguligerus Boie 1827 Xenochrophis vittatus Linnaeus 1758 Xenodermus javanicus Reinhardt 1836 Xenodon guentheri Boulenger 1894 Xenodon neuwiedii GÜnther 1863 Xenodon rabdocephalus Wied 1824 Xenodon severus Linnaeus 1758 Xenodon werneri Werner 1924 Xenopholis scalaris Wucherer 1861 Xenopholis undulatus Jensen 1900 Xenoxybelis argenteus Daudin 1803 Xenoxybelis boulengeri Procter 1923 Xyelodontophis uluguruensis Boadley & Wallach 2002 Xylophis captaini Gower & Winkler 2007 Xylophis perroteti DumÉril & Bibron 1854 Xylophis stenorhynchus GÜnther 1875 Zamenis hohenackeri Strauch 1873 Zamenis lineata Camerano 1891 Zamenis longissimus Laurenti 1768 Zamenis persica Werner 1913 Zamenis situla Linnaeus 1758

Tachymenis affinis Boulenger 1896 Tachymenis attenuata Walker 1945 Tachymenis chilensis Schlegel 1837 Tachymenis elongata Despax 1910 Tachymenis peruviana Wiegmann 1835 Tachymenis surinamensis Dunn 1922 Tachymenis tarmensis Walker 1945 Taeniophallus affinis GÜnther 1858 Taeniophallus bilineatus Fischer 1885 Taeniophallus brevirostris Peters 1863 Taeniophallus nebularis Schargel, Rivas Fuenmayor & Myers 2005 Taeniophallus nicagus Cope 1868 Taeniophallus occipitalis Jan 1863 Taeniophallus persimilis Cope 1869 Taeniophallus poecilopogon Cope 1863 Tantalophis discolor GÜnther 1860 Tantilla albiceps Barbour 1925 Tantilla alticola Boulenger 1903 Tantilla andinista Wilson & Mena 1980 Tantilla armillata Cope 1876 Tantilla atriceps GÜnther 1895 Tantilla bairdi Stuart 1941 Tantilla bocourti GÜnther 1895 Tantilla boipiranga Sawaya & Sazima 2003 Tantilla brevicauda Mertens 1952 Tantilla briggsi Savitzky & Smith 1971 Tantilla calamarina Cope 1866 Tantilla capistrata Cope 1876 Tantilla cascadae Wilson & Meyer 1981 Tantilla ceboruca Canseco-mÁrquez, Smith, Ponce-campos, Flores-villela & Campbell 2007 Tantilla coronadoi Hartweg 1944 Tantilla coronata Baird & Girard 1853 Tantilla cucullata Minton 1956 Tantilla cuesta Wilson 1982 Tantilla cuniculator Smith 1939 Tantilla deppei Bocourt 1883 Tantilla deviatrix Barbour 1916 Tantilla flavilineata Smith & Burger 1950 Tantilla fraseri GÜnther 1895 Tantilla gracilis Baird & Girard 1853 Tantilla hendersoni Stafford 2004 Tantilla hobartsmithi Taylor 1936 Tantilla impensa Campbell 1998 Tantilla insulamontana Wilson & Mena 1980 Tantilla jani GÜnther 1895 Tantilla johnsoni Wilson, Vaughn & Dixon 1999 Tantilla lempira Wilson & Mena 1980 Tantilla longifrontalis Boulenger 1896 Tantilla marcovani De Lema 2004 Tantilla melanocephala Linnaeus 1758 Tantilla mexicana GÜnther 1862 Tantilla miyatai Wilson & Knight 1987 Tantilla moesta GÜnther 1863 Tantilla nigra Boulenger 1914 Tantilla nigriceps Kennicott 1860 Tantilla oaxacae Wilson & Meyer 1971 Tantilla oolitica Telford 1966 Tantilla petersi Wilson 1979 Tantilla planiceps Blainville 1835 Tantilla relicta Telford 1966 Tantilla reticulata Cope 1860 Tantilla robusta Canseco-mÁrquez, Mendelsohn & GutiÉrrez-mayÉn 2002 Tantilla rubra Cope 1876 Tantilla schistosa Bocourt 1883 Tantilla semicincta DumÉril, Bibron & DumÉril 1854 Tantilla sertula Wilson & Campbell 2000 Tantilla shawi Taylor 1949 Tantilla slavensi PÉrez-higareda, Smith & Smith 1985 Tantilla striata Dunn 1928 Tantilla supracincta Peters 1863 Tantilla taeniata Bocourt 1883 Tantilla tayrae Wilson 1983 Tantilla tecta Campbell & Smith 1997 Tantilla trilineata Peters 1880 Tantilla triseriata Smith & Smith 1951 Tantilla tritaeniata Smith & Williams 1966 Tantilla vermiformis Hallowell 1861 Tantilla vulcani Campbell 1998 Tantilla wilcoxi Stejneger 1902 Tantilla yaquia Smith 1942 Tantillita brevissima Taylor 1937 Tantillita canula Cope 1876 Tantillita lintoni Smith 1940 Telescopus beetzi Barbour 1922 Telescopus dhara Forskal 1775 Telescopus fallax Fleischmann 1831 Telescopus gezirae Broadley 1994 Telescopus hoogstraali Schmidt & Marx 1956 Telescopus nigriceps Ahl 1924 Telescopus obtusus Reuss 1834 Telescopus pulcher Scortecci 1935 Telescopus rhinopoma Blanford 1874 Telescopus semiannulatus Smith 1849 Telescopus tessellatus Wall 1908 Telescopus variegatus Reinhardt 1843 Tetralepis fruhstorferi Boettger 1892 Thamnodynastes almae Franco & Ferreira 2003 Thamnodynastes ceibae Bailey & Thomas 2007 Thamnodynastes chaquensis Bergna & Alvarez 1993 Thamnodynastes chimanta Roze 1958 Thamnodynastes corocoroensis Gorzula & AyarzagÜena 1996 Thamnodynastes dixoni Bailey & Thomas 2007 Thamnodynastes duida Myers & Donnelly 1996 Thamnodynastes gambotensis Perez-santos & Moreno 1989 Thamnodynastes hypoconia Cope 1860 Thamnodynastes lanei Bailey, Thomas & Da Silva 2005 Thamnodynastes longicaudus Franco, Ferreira, Marques & Sazima 2003 Thamnodynastes marahuaquensis Gorzula & AyarzagÜena 1996 Thamnodynastes pallidus Linnaeus 1758 Thamnodynastes paraguanae Bailey & Thomas 2007 Thamnodynastes ramonriveroi Manzanilla & SÁnchez 2005 Thamnodynastes rutilus Prado 1942 Thamnodynastes sertanejo Bailey, Thomas & Da Silva 2005 Thamnodynastes strigatus GÜnther 1858 Thamnodynastes yavi Myers & Donnelly 1996 Thamnophis angustirostris Kennicott 1860 Thamnophis atratus Kennicott 1860 Thamnophis bogerti Rossman & Burbrink 2005 Thamnophis brachystoma Cope 1892 Thamnophis butleri Cope 1889 Thamnophis chrysocephalus Cope 1885 Thamnophis conanti Rossman & Burbrink 2005 Thamnophis couchii Kennicott 1859 Thamnophis cyrtopsis Kennicott 1860 Thamnophis elegans Baird & Girard 1853 Thamnophis eques Reuss 1834 Thamnophis exsul Rossman 1969 Thamnophis fulvus Bocourt 1893 Thamnophis gigas Fitch 1940 Thamnophis godmani GÜnther 1894 Thamnophis hammondii Kennicott 1860 Thamnophis lineri Rossman & Burbrink 2005 Thamnophis marcianus Baird & Girard 1853 Thamnophis melanogaster Wiegmann 1830 Thamnophis mendax Walker 1955 Thamnophis ordinoides Baird & Girard 1852 Thamnophis proximus Say 1823 Thamnophis radix Baird & Girard 1853 Thamnophis rossmani Conant 2000 Thamnophis rufipunctatus Cope 1875 Thamnophis sauritus Linnaeus 1766 Thamnophis scalaris Cope 1861 Thamnophis scaliger Jan 1863 Thamnophis sirtalis Linnaeus 1758 Thamnophis sumichrasti Cope 1866 Thamnophis valida Kennicott 1860 Thelotornis capensis Smith 1849 Thelotornis kirtlandii Hallowell 1844 Thelotornis usambaricus Broadley 2001 Thermophis baileyi Wall 1907 Thrasops flavigularis Hallowell 1852 Thrasops jacksonii GÜnther 1895 Thrasops occidentalis Parker 1940 Thrasops schmidti Loveridge 1936 Tomodon dorsatus DumÉril, Bibron & DumÉril 1854 Tomodon ocellatus DumÉril, Bibron & DumÉril 1854 Tomodon orestes Harvey & MuÑoz 2004 Trachischium fuscum Blyth 1854 Trachischium guentheri Boulenger 1890 Trachischium laeve Peracca 1904 Trachischium monticola Cantor 1839 Trachischium tenuiceps Blyth 1854 Tretanorhinus mocquardi Bocourt 1891 Tretanorhinus nigroluteus Cope 1861 Tretanorhinus taeniatus Boulenger 1903 Tretanorhinus variabilis DumÉril, Bibron & DumÉril 1854 Trimetopon barbouri Dunn 1930 Trimetopon gracile GÜnther 1872 Trimetopon pliolepis Cope 1894 Trimetopon simile Dunn 1930 Trimetopon slevini Dunn 1940 Trimetopon viquezi Dunn 1937 Trimorphodon biscutatus DumÉril, Bibron & DumÉril 1854 Trimorphodon tau Cope 1870 Tropidoclonion lineatum Hallowell 1856 Tropidodipsas fasciata GÜnther 1858 Tropidodipsas philippii Jan 1863 Tropidodipsas repleta Smith, Lemos-espinal, Hartman & Chiszar 2005 Tropidodipsas sartorii Cope 1863 Tropidodipsas zweifeli Zweifel 1954 Tropidodryas serra Schlegel 1837 Tropidodryas striaticeps Cope 1870 Tropidonophis aenigmaticus Malnate & Underwood 1988 Tropidonophis dahlii Werner 1899 Tropidonophis dendrophiops GÜnther 1883 Tropidonophis dolasii Kraus & Allison 2004 Tropidonophis doriae Boulenger 1897 Tropidonophis elongatus Jan 1865 Tropidonophis halmahericus Boettger 1895 Tropidonophis hypomelas GÜnther 1877 Tropidonophis mairii Gray 1841 Tropidonophis mcdowelli Malnate & Underwood 1988 Tropidonophis montanus Lidth De Jeude 1911 Tropidonophis multiscutellatus Brongersma 1948 Tropidonophis negrosensis Taylor 1917 Tropidonophis novaeguineae Lidth De Jeude 1911 Tropidonophis parkeri Malnate & Underwood 1988 Tropidonophis picturatus Schlegel 1837 Tropidonophis punctiventris Boettger 1895 Tropidonophis statistictus Malnate & Underwood 1988 Tropidonophis truncatus Peters 1863

Salvadora bairdi Jan 1860 Salvadora deserticola Schmidt 1940 Salvadora grahamiae Baird & Girard 1853 Salvadora hexalepis Cope 1867 Salvadora intermedia Hartweg 1940 Salvadora lemniscata Cope 1895 Salvadora mexicana DumÉril, Bibron & DumÉril 1854 Saphenophis antioquiensis Dunn 1943 Saphenophis atahuallpae Steindachner 1901 Saphenophis sneiderni Myers 1973 Scaphiodontophis annulatus DumÉril, Bibron & DumÉril 1854 Scaphiodontophis venustissimus GÜnther 1893 Scaphiophis albopunctatus Peters 1870 Scaphiophis raffreyi Bocourt 1875 Scolecophis atrocinctus Schlegel 1837 Seminatrix pygaea Cope 1871 Senticolis triaspis Cope 1866 Sibon annulatus GÜnther 1872 Sibon annulifera Boulenger 1894 Sibon anthracops Cope 1868 Sibon argus Cope 1876 Sibon carri Shreve 1951 Sibon dimidiatus GÜnther 1872 Sibon dunni Peters 1957 Sibon fischeri Boulenger 1894 Sibon lamari Solorzano 2001 Sibon linearis Perez-higareda, Lopez-luna & Smith 2002 Sibon longifrenis Stejneger 1909 Sibon manzanaresi Mccranie 2007 Sibon miskitus Mccranie 2006 Sibon nebulatus Linnaeus 1758 Sibon sanniolus Cope 1866 Sibynomorphus inaequifasciatus DumÉril, Bibron & DumÉril 1854 Sibynomorphus lavillai Scrocchi, Porto & Rey 1993 Sibynomorphus mikanii Schlegel 1837 Sibynomorphus neuwiedi Ihering 1911 Sibynomorphus oligozonatus Orces & Almendariz 1989 Sibynomorphus oneilli Rossman & Thomas 1979 Sibynomorphus petersi Orces & Almendariz 1989 Sibynomorphus turgidus Cope 1868 Sibynomorphus vagrans Dunn 1923 Sibynomorphus vagus Jan 1863 Sibynomorphus ventrimaculatus Boulenger 1885 Sibynomorphus williamsi Carillo De Espinoza 1974 Sibynophis bistrigatus GÜnther 1868 Sibynophis bivittatus Boulenger 1894 Sibynophis chinensis GÜnther 1889 Sibynophis collaris Gray 1853 Sibynophis geminatus Boie 1826 Sibynophis melanocephalus Gray 1835 Sibynophis sagittarius Cantor 1839 Sibynophis subpunctatus DumÉril & Bibron 1854 Sibynophis triangularis Taylor 1965 Simophis rhinostoma Schlegel 1837 Simophis rohdei Boettger 1885 Sinonatrix aequifasciata Barbour 1908 Sinonatrix annularis Hallowell 1856 Sinonatrix percarinata Boulenger 1899 Sinonatrix yunnanensis Rao & Yang 1998 Siphlophis cervinus Laurenti 1768 Siphlophis compressus Daudin 1803 Siphlophis leucocephalus GÜnther 1863 Siphlophis longicaudatus Andersson 1901 Siphlophis pulcher Raddi 1820 Siphlophis worontzowi Prado 1940 Sonora aemula Cope 1879 Sonora michoacanensis DugÈs 1884 Sonora semiannulata Baird & Girard 1853 Sordellina punctata Peters 1880 Spalerosophis arenarius Boulenger 1890 Spalerosophis diadema Schlegel 1837 Spalerosophis dolichospilus Werner 1923 Spalerosophis josephscorteccii Lanza 1964 Spalerosophis microlepis Jan 1865 Spilotes pullatus Linnaeus 1758 Stegonotus batjanensis GÜnther 1865 Stegonotus borneensis Inger 1967 Stegonotus cucullatus DumÉril, DumÉril & Bibron 1854 Stegonotus diehli Lindholm 1905 Stegonotus florensis De Rooij 1917 Stegonotus guentheri Boulenger 1895 Stegonotus heterurus Boulenger 1893 Stegonotus modestus Schlegel 1837 Stegonotus parvus Meyer 1874 Stenophis arctifasciatus DumÉril & Bibron 1854 Stenophis betsileanus GÜnther 1880 Stenophis carleti Domergue 1994 Stenophis citrinus Domergue 1995 Stenophis gaimardi Schlegel 1837 Stenophis granuliceps Boettger 1877 Stenophis guentheri Boulenger 1896 Stenophis iarakaensis Domergue 1994 Stenophis inopinae Domergue 1994 Stenophis inornatus Boulenger 1896 Stenophis pseudogranuliceps Domergue 1994 Stenophis variabilis Boulenger 1896 Stenorrhina degenhardtii Berthold 1846 Stenorrhina freminvillei DumÉril, Bibron & DumÉril 1854 Stilosoma extenuatum Brown 1890 Stoliczkaia borneensis Boulenger 1899 Stoliczkaia khasiensis Jerdon 1870 Storeria dekayi Holbrook 1842 Storeria hidalgoensis Taylor 1942 Storeria occipitomaculata Storer 1839 Storeria storerioides Cope 1866 Symphimus leucostomus Cope 1869 Symphimus mayae Gaige 1936 Sympholis lippiens Cope 1861 Synophis bicolor Peracca 1896 Synophis calamitus Hillis 1990 Synophis lasallei Maria 1950 Synophis plectovertebralis Sheil & Grant 2001

Rabdion forsteni DumÉril, Bibron & DumÉril 1854 Rachidelus brazili Boulenger 1908 Regina alleni Garman 1874 Regina grahami Baird & Girard 1853 Regina rigida Say 1825 Regina septemvittata Say 1825 Rhabdophis adleri Zhao 1997 Rhabdophis angeli Bourret 1934 Rhabdophis auriculata GÜnther 1858 Rhabdophis barbouri Taylor 1922 Rhabdophis callichroma Bourret 1934 Rhabdophis callistus GÜnther 1873 Rhabdophis chrysargoides GÜnther 1858 Rhabdophis chrysargos Schlegel 1837 Rhabdophis conspicillatus GÜnther 1872 Rhabdophis himalayanus GÜnther 1864 Rhabdophis leonardi Wall 1923 Rhabdophis lineatus Peters 1861 Rhabdophis murudensis Smith 1925 Rhabdophis nigrocinctus Blyth 1856 Rhabdophis nuchalis Boulenger 1891 Rhabdophis spilogaster Boie 1827 Rhabdophis subminiatus Schlegel 1837 Rhabdophis swinhonis GÜnther 1868 Rhabdophis tigrinus Boie 1826 Rhabdops bicolor Blyth 1854 Rhabdops olivaceus Beddome 1863 Rhadinaea anachoreta Smith & Campbell 1994 Rhadinaea bogertorum Myers 1974 Rhadinaea calligaster Cope 1876 Rhadinaea cuneata Myers 1974 Rhadinaea decorata GÜnther 1858 Rhadinaea flavilata Cope 1871 Rhadinaea forbesi Smith 1942 Rhadinaea fulvivittis Cope 1875 Rhadinaea gaigeae Bailey 1937 Rhadinaea godmani GÜnther 1865 Rhadinaea hannsteini Stuart 1949 Rhadinaea hempsteadae Stuart & Bailey 1941 Rhadinaea hesperia Bailey 1940 Rhadinaea kanalchutchan Mendelson & Kizirian 1995 Rhadinaea kinkelini Boettger 1898 Rhadinaea lachrymans Cope 1870 Rhadinaea laureata GÜnther 1868 Rhadinaea macdougalli Smith & Langebartel 1949 Rhadinaea marcellae Taylor 1949 Rhadinaea montana Smith 1944 Rhadinaea montecristi Mertens 1952 Rhadinaea myersi Rossman 1965 Rhadinaea omiltemana GÜnther 1894 Rhadinaea pegosalyta Mccranie 2006 Rhadinaea pilonaorum Stuart 1954 Rhadinaea posadasi Slevin 1936 Rhadinaea pulveriventris Boulenger 1896 Rhadinaea quinquelineata Cope 1886 Rhadinaea rogerromani KÖhler & Mccranie 1999 Rhadinaea sargenti Dunn & Bailey 1939 Rhadinaea schistosa Smith 1941 Rhadinaea serperastra Cope 1871 Rhadinaea stadelmani Stuart & Bailey 1941 Rhadinaea taeniata Peters 1863 Rhadinaea tolpanorum Holm & Cruz 1994 Rhadinaea vermiculaticeps Cope 1860 Rhadinophanes monticola Myers & Campbell 1981 Rhadinophis frenatum Gray 1853 Rhadinophis prasina Blyth 1854 Rhamnophis aethiopissa GÜnther 1862 Rhamnophis batesii Boulenger 1908 Rhamphiophis acutus GÜnther 1888 Rhamphiophis maradiensis Chirio & Ineich 1991 Rhamphiophis oxyrhynchus Reinhardt 1843 Rhamphiophis rubropunctatus Fischer 1884 Rhinechis scalaris Schinz 1822 Rhinobothryum bovallii Andersson 1916 Rhinobothryum lentiginosum Scopoli 1785 Rhinocheilus lecontei Baird & Girard 1853 Rhynchocalamus arabicus Schmidt 1933 Rhynchocalamus barani Olgun, Avci, Ilgaz, ÜzÜm & Yilmaz 2007 Rhynchocalamus melanocephalus Jan 1862 Rhynchophis boulengeri Mocquard 1897

Site en anglais sur les tortues à cou de serpents d'Australie et de Nouvelle-Guinée... http://www.chelodina.com/

Un site français et un forum très pointus sur les chelidés d'Amérique du sud mais aussi d'Asie et d'Australie... Egalement de nombreuses autres ressources. http://www.chelidae.com/

Site consacré aux tortues boites du genre Terrapene, en allemand. Très complet... http://www.bauri.de/index.htm

Un très bon forum consacré aux tortues... Des gens compétents et sympas... htttp://tortueforum.com

http://www.gdbobalcons-shop.com/

Une association alsacienne qui propose de nombreuses activités et stages pour petist et grands... http://www.ariena.org/index.php

Les seuls trucs à poils que vous allez voir ce sont éventuellement des écureuils... http://www.photo-macro.be/Forum/

Si jamais vous voulez décrire une nouvelle espèce... Bon courage! (mais est-ce moins dur que de passer son certificat de capacité, la nuanec doit être minime ) En anglais: http://www.iczn.org/iczn/index.jsp

Quel temps fait-il chez les arrières grands-parents de votre Python royal au Togo? Un site regroupant les infos météo du monde entier: http://www.meteo.fr/test/gratuit/wwis/index.htm

Sternotherus odoratus: Vaste répartition depuis le sud du Canada au sud des USA. Eaux dormantes et de faible profondeur, petit carnassier à tendances nocturnes. 13 cm de carapace. Soumise à CDC. Photos: kinosternum - http://tortueforum.com Juvénile: Sternotherus carinatus Carapace très pointue, Sud des USA, assez fréquente dans le commerce. 16 cm. Photos: kinosternum - http://tortueforum.com Sternotherus minor minor Max 13.5 cm, sud des USA. Photos: kinosternum - http://tortueforum.com Photos: kinosternum - http://tortueforum.com Kinosternon subrubrum hippocrepis Kinosternon leucostonum leucostonum Amérique centrale et nord-est de l’Amérique du sud. 16.5 à 17.5 cm de carapace. Longue incubation jusque 148 jours. Photos: kinosternum - http://tortueforum.com Kinosternon flavescens Photos: kinosternum - http://tortueforum.com Accouplement: Kinosternom cruentatum cruentatum Photos: kinosternum - http://tortueforum.com [i]Kinosternon cruentatum albogulare[/i] Photos: kinosternum - http://tortueforum.com Kinosternon baurii Photos: kinosternum - http://tortueforum.com Famille des Chelydridae (GRAY 1831) – Toutes soumises à CDC Macrochelys teminckii (Tortue alligator) Cette tortue vivant au centre et sud des USA (bassin du Mississipi) possède une mâchoire très puissante, d’autant plus qu’elle peut atteindre 80 cm et peser jusque 113 kg. Elle reste sous l’eau à faible profondeur, gueule grand ouvert et utilise un appendice rose situé au fond de la gueule qui attire les poissons, puis le piège se referme. C’est un animal très dangereux pouvant amputer plusieurs orteils d’un coup de bec. Photos: kinosternum - http://tortueforum.com Chelydra serpentina serpentina (Tortue hargneuse ou tortue happante) La carapace de cette tortue peut dépasser 50 cm, son poids total peut atteindre 60 kg! Son allure est sans équivoque, et son agressivité légendaire! Ne pas confondre avec la Tortue alligator, Macrochelys teminckii. Cette sous-espèce vit dans tout l’est et le centre des USA, le sud du Canada, depuis le Québec à la Floride et depuis New-York au pied des rocheuses. Photos: kinosternum - http://tortueforum.com C. s. osceola C. s. osceola vit au sud-est des USA, notamment en Floride. Photos: kinosternum - http://tortueforum.com

A Saint Avold dans la Moselle, le vice-président du RTC nous ouvrent les portes de ses salles d'élevage installées dans la cave de son pavillon. Son élevage est en écrasante majorité composé de Serpent, il y a quelques lézards et tortues acquises depuis ce reportage... Terrarium d'élevage des jeunes dans des batteries spécialement adaptées. C'est de la précision au millimètre près! Vue des terrariums pour les Morelia viridis. Batteries pour les adultes : Quelques colubridés P. obsoletus forme "Isabelle" E. porphyracea coxi P. obsoletus lindheimeri "leucistique" Lampropeltis t. sinaloe L. t. nelsoni albinos jeunes Lampropeltis g. californiae lignés qui sortent de leurs oeufs... Grand terrarium pour les Boa constrictor. Morelia spilota cheynei et là de jeunes Python regius en train d'éclore... Jeune Morelia viridis de l'année: Shinisaurus crocodilurus, les préférés d'Ursula!

Photos Christian M. (Le jardinier)... deuxième brouettée!

Photos Rémy K. (Pogona57)

Photos Christian M. (le jardinier)

Photos Michel Maya

La famille des iguanidés fut autrefois une vaste famille de plus de 800 espèces, aujourd'hui ses anciennes sous-familles sont devenues des familles à part entière. Voici un bref aperçu de ces familles: Iguanidés (Iguanes vrais): Regroupe 23 espèces en général végétariennes, on y trouve les Iguanes sud-américains, antillais, noirs, des Fidjii ou des Galapagos des genres Iguana, Cyclura, Conolophus, Amblyrhinchus, Ctenosaura, Brachylophus mais aussi l'Iguane du désert (Dipsosaurus dorsalis) et les Chuckwallas (Sauromalus sp.). Les polychrotidés: Vaste famille avec plus de 400 espèces. Regroupe les Anolis et autres genres proches (Polychrus, Chamaeleolis, Norops...). Les phrynosomatidés: Regroupent 136 espèces vivant prioncipalement en au sud-ouest de l'Amérique du nord voire centrale, ce sont des lézars épineux des genres Sceoloporus, Phrynosoma (lézards cornus) mais également les genres Uta, Petrosaurus etc... Ce sont de petits lézards terrestres vivant en milieux secs, certains sont ovovivipares. Corytophanidés: Basilics et lézards casqués. Lézards arboricoles d'Amérique centrale, regroupe les genres: Basiliscus, Corytophanes et Laemanctus. Opluridae: Petite famille avec 7 espèce des genres Chalarodon et Oplurus. Tous vivent à Madagascar, anciennement nommés Iguanes de Madagascar. Mesurent 20 à 30 cm, insectivores et ovipares. Hoplocercidae: Petite famille sud-amériacine rerement rencontrée en caotivityé, regroupe surtout le genre Enyalioides. Lézards arboricoles de foret tropicales ressemblant aux Agames du genre Gonocephalus. Photos (google): Lien Tropiduridae: Grande famille avec 350 rerésentants répartis en Amérique centrale, aux Antilles et en Amérique du sud. Regroupe des petites lézards, souvent arboricoles notamment les genres Plica, Leiocephalus, Tropidurus, Liolaemus... Crotaphytidae: 10 espèces appartenants aux genbres Crotaphytus et Gambellia et inféodés aux zones sèches du sud des USA et du nord du Méxique.

Date de première parution: 24 avril 2005 Anolis equestris MERREM 1820. Photo: http://commons.wikimedia.org/wiki/Image:Anolis_equestris_P9240096.JPG C’est un des plus grands représentant du genre Anolis. Récemment ce genre a subit une forte restructuration de sa classification. De nouveau genres sont apparus faisant partie de la famille des Polychrotidés, ancienne sous-famille des iguanidés qui fut éclatée en plusieurs familles il y a quelques années. Anolis equetris comporte 11 sous-espèces : · Anolis equestris equestris MERREM 1820 · Anolis equestris brujensis GARRIDO 2001 · Anolis equestris buidei SCHWARTZ & GARRIDO 1972 · Anolis equestris cincoleguas GARRIDO 1981 · Anolis equestris cyaneus GARRIDO & ESTRADA 2001 · Anolis equestris juraguensis SCHWARTZ and GARRIDO 1972 · Anolis equestris persparsus SCHWARTZ and GARRIDO 1972 · Anolis equestris potior SCHWARTZ and THOMAS 1975 · Anolis equestris sabinalensis GARRIDO & MORENO 2001 · Anolis equestris thomasi SCHWARTZ 1958 · Anolis equestris verreonensis SCHWARTZ and GARRIDO 1972 Anolis equestris, de son nom commun : Anolis chevalier (eques signifie cheval), est un gros lézard vivant dans les zones arborées tropicales humides de Cuba. Il est arboricole et diurne. C’est un lézard peut actif mais extrêmement territorial. Le mâle possède un grand fanon gulaire étirable de couleur violette. Le corps atteint 35 à 45 cm, les femelles sont plus petites. Le corps est vert, le ventre blanc cassé, les paupières ont des nuances violettes. Comme tous les Anolis, il possède des doigts adhésifs qui lui permettent malgré son poids de grimper sur toutes les surfaces comme le verre. Néanmoins, comme les Geckos, ces surfaces pour être adhérentes doivent être parsemées de micro rayures, invisibles à l’œil nu (c’est le cas du verre) dans lesquelles les petites crochets situés sous les pattes peuvent s’agripper. Un PVC fraîchement déballé et parfaitement lisse ne permet pas cette adhérence et le lézard y glisse, d’où la nécessité quand on utilise du plastique de le rayer avec du papier de verre. Il possède une grande gueule et de petites dents acérées, les morsures peuvent s’avérer douloureuses ! D’autant plus qu’il ne lâche pas facilement prise. Sur le dos on distingue une petite crête courant au-dessus de la colonne vertébrale. On distingue les mâles des femelles dès l’age de deux ans par la présence chez ces premiers de pores cloacaux. La plupart des sujets présents dans le commerce sont issus de la nature et requièrent une surveillance accrue en quarantaine car peuvent être infestés de parasites. Il est facile à acclimater pourvu qu’on réserve à cet animal farouche des conditions pour qu’il se sente en sécurité même s’il semble être apathique et indifférent à ce qui se passe. Terrarium : Pour un couple un terrarium de 80 cm de long sur 80 cm de haut et 50 cm de large est nécessaire. Il faut se méfier en achetant cet animal des nominations données par les vendeurs quant au sexe. Petite anecdote : Persuadé de posséder un trio, je m’aperçus que l’une des femelles semblait plus dominée que l’autre, même si elle mangeait sans problèmes, néanmoins elle restait à l’écart. J’en déduis qu’un rapport de domination se fit entre femelles. Un jour je du séparer le mâle trop agressif avec l’autre femelle et là, à ma surprise et en quelques jours, la femelle « dominée » se mit à parader devant l’autre femelle, fanon gulaire tendu et se mit en posture de mâle dominant. Les deux sexes possèdent un fanon gulaire, ce qui en fait s’avéra être un mâle était le plus petit spécimen des trois et en fait un mâle juvénile qui attendait que son rival s’en aille pour se montrer en tant que mâle lui aussi. Il gran,dit alors très vite et devint aussi grand que l’autre mâle (que je ne remis plus dans le même terrarium).Le terrarium est garni de gazon synthétique (pas de moquette !), ou laissé nu, ainsi les proies tombées à terre ne se cachent pas dans le substrat meuble. Un bac d’eau avec un petit bulleur pour aquarium stabilise l’humidité, mais ces lézards ne boivent que les gouttes pulvérisées sur le décor d’où la nécessité des pulvérisations tous les deux jours au moins. On peut sans problème mettre de vraies plantes, le sol sera isolé par du grillage moustiquaire métallique pour éviter d’une part une ponte dans les pots et d’autre part que les insectes ne s’y cachent. Les plantes robustes comme les Yuccas, Ficus robusta, Philodendron, Monstera deliciosa, palmiers comme les Phoenyx et les gros broméliacées ne craignent pas le poids des animaux. On dispose des branches, diagonales et verticales (position préférée de l‘animal), le diamètre des branches est au moins égal à la largeur de l’animal, il n’aime pas les branches fines et branlantes. Des tubes de lièges disposées à l’arrière sont très appréciés. Important :Placez le terrarium en hauteur, de façon à se que le lézard soit au-dessus de vous, ainsi il se sentira plus en sécurité. Un bon couver végétal est aussi important pour les même raisons. Chauffage et éclairage : La température du terrarium se situe entre 27 et 30°C. Le chauffage général pet se faire par un câble chauffant, mais un spot infra-rouge ou classique est à placer en hauteur chauffant quelques branches. La température sur ce point localisé atteindra 32 à 35°C. L’humidité est de 70%. L’éclairage et chauffage fonctionnent 14 heures par jour en temps normal. Un tube spécial reptiles (5% d’UVB) est impératif. La nuit, la température descend à 24°C. Alimentation : Un jour, un ami visite les coulisses d’un vivarium où il a ses habitudes ; Dans un grand terrarium, en attendant mieux, les soigneurs ont placés de petits Basiliscus pumifrons avec un trio d’Anolis equestris. Cet ami se ballade entre les terrariums et là interpelle le soigneur : « Vous donnez des lézards à manger aux Anolis ? » Non ! Lui répond le soigneur et en regardant un des Anolis chevalier, il vit dépasser de sa gueule les pattes arrières et la queue d’un jeune Basilic vert ! Dans la nature, oisillons et lézards sont un met fréquent d’Anolis equestris en plus des insectes. En terrarium on lui offre des grillons, vers de farine, Zophobas morio, criquets (sa préférence car arboricoles), blattes et souriceaux. On peut composer la ration de 50% de souriceaux sans problèmes. Un apport calcique hebdomadaire est nécessaire. C’est un glouton ! Mais il reste timide en début de captivité. L’achat d’un jeune est recommandé, ils s’habituent à la présence d l’homme et sont moins discrets. Reproduction : Matures vers trois ans (théoriquement avant deux ans mais en captivité des pontes trop précoces peuvent épuiser considérablement les femelles et les faire dépérir). Les sujets passent par une période de repos à 20-22°C durant un mois où ils ne mangent plus. Le retour aux conditions normales (et une forte humidité) déclenche les accouplements qui ne durent que 10 minutes après une parade nuptiale où le mâle séduit la femelle à l’aide de son fanon gulaire. 1 à 2 œufs par pontes, parfois simplement posés au sol ou enterrés dans un mélange de tourbe et de vermiculite humides. Deux semaines après la ponte la femelle est à nouveau réceptive pour un nouvel accouplement et une nouvelle ponte, en effet on peut compter 6 à 8 pontes dans l’année. Posséder plusieurs femelles est un avantage pour éviter que le mâle ne s’acharne sur une seule femelle. L’incubation à 28°C et à humidité maximale dure 50 à 55 jours. Les jeunes sont élevés séparément et nourris de petits grills et de mouches. (c) repto terra club - Vincent Noël

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